اخبار و اعلانات

 آمار

تعداد نشریات285
تعداد نشریات سازمان83
تعداد شماره‌ها2,805
تعداد مقالات31,822
تعداد مشاهده مقاله40,373,545
تعداد دریافت فایل اصل مقاله17,807,950
اله دو, مریم, صابر, ساجده. (1402). تاثیر الیسیتور قارچی سلولاز بر روی فعالیت آنتی‌اکسیدانی و آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در کشت سوسپانسیون سلولی شیرین بیان (Glycirrhiza glabra). سامانه مدیریت نشریات علمی, 31(2), 258-274. doi: 10.22092/ijrfpbgr.2024.363348.1447
مریم اله دو; ساجده صابر. "تاثیر الیسیتور قارچی سلولاز بر روی فعالیت آنتی‌اکسیدانی و آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در کشت سوسپانسیون سلولی شیرین بیان (Glycirrhiza glabra)". سامانه مدیریت نشریات علمی, 31, 2, 1402, 258-274. doi: 10.22092/ijrfpbgr.2024.363348.1447
اله دو, مریم, صابر, ساجده. (1402). 'تاثیر الیسیتور قارچی سلولاز بر روی فعالیت آنتی‌اکسیدانی و آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در کشت سوسپانسیون سلولی شیرین بیان (Glycirrhiza glabra)', سامانه مدیریت نشریات علمی, 31(2), pp. 258-274. doi: 10.22092/ijrfpbgr.2024.363348.1447
اله دو, مریم, صابر, ساجده. تاثیر الیسیتور قارچی سلولاز بر روی فعالیت آنتی‌اکسیدانی و آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در کشت سوسپانسیون سلولی شیرین بیان (Glycirrhiza glabra). سامانه مدیریت نشریات علمی, 1402; 31(2): 258-274. doi: 10.22092/ijrfpbgr.2024.363348.1447

تاثیر الیسیتور قارچی سلولاز بر روی فعالیت آنتی‌اکسیدانی و آنزیم‌های آنتی اکسیدانی در کشت سوسپانسیون سلولی شیرین بیان (Glycirrhiza glabra)

تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران
مقاله 7، دوره 31، شماره 2 - شماره پیاپی 62، اسفند 1402، صفحه 258-274    اصل مقاله (1.08 M)
نوع مقاله: مقاله علمی - پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22092/ijrfpbgr.2024.363348.1447
نویسندگان
مریم اله دو* 1؛ ساجده صابر2
1گروه اصلاح نباتات و بیوتکنولوژی. دانشکده کشاورزی. دانشگاه زابل. زابل. ایران
2گروه زراعت. دانشکده کشاورزی. دانشگاه زابل. زابل. ایران
چکیده
سابقه و هدف:
شیرین‌بیان (Glycirrhiza glabra L.)، گیاهی چند‌ساله از خانواده Fabaceae، سرشار از متابولیت‌های ثانویه فعال زیستی است که برای درمان طیف وسیعی از بیماری‌های انسانی استفاده می‌شود. امروزه از روش‌های مختلف کشت بافت برای افزایش بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه مانند دفاع گیاه و تحریک پاسخ استرس در سلول‌های گیاهی به کمک الیسیتورها استفاده می‌شود. قارچ‌های بیماری‌زای گیاهی، سلولاز تولید می‌کنند و سلولاز می‌تواند به عنوان محرکی برای تحریک تولید متابولیت‌های ثانویه در شرایط کشت سوسپانسیون سلول‌های گیاهی استفاده شود. هدف از این تحقیق، اثر آنزیم سلولاز به‌دست‌آمده از قارچAspergilus niger بر میزان فعالیت آنتی‌اکسیدانی (روش DPPH) و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی در شرایط کشت سوسپانسیون سلولی شیرین‌بیان است.
مواد و روش‌ها
بذر شیرین‌بیان از منطقه سمیرم استان اصفهان جمع‌آوری شد. بذرها پس از ضدعفونی در یک محیط MS 1/2 کشت داده شدند. به منظور القای کالوس، هیپوکوتیل و کوتیلدون در محیط MMS حاوی تنظیم‌کنند‌های رشد (دو میلی‌گرم در لیتر BA و نیم میلی‌گرم در لیتر NAA) با ساکارز 3% و آگار 7/0 درصد کاشته شدند. نیم گرم کالوس فیبری تولید شده در زیر هود استریل به ارلن‌های حاوی 50 سی‌سی محیط کشت مایع MMS حاوی دو میلی‌گرم در لیتر هورمون BA و نیم میلی‌گرم در لیتر هورمون NAA منتقل و در انکوباتور شیکردار با سرعت 150 دور در دقیقه، دمای 25 درجه سانتیگراد و تاریکی قرار داده شد. در روز نوزدهم پس از کشت، آنزیم سلولاز با غلظت 200 میکروگرم بر میلی‌لیتر به هریک از ارلن‌ها در زیر هود استریل اضافه گردید. سپس برداشت در فواصل زمانی صفر (شاهد)، 24‌، 48 و 72 ساعت پس از افزودن الیسیتور انجام شد. کالوس‌های دیر واکشت شده نیز به عنوان یک تیمار در نظر گرفته شد. تجزیه آماری به صورت طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار انجام شد. صفات مورد بررسی شامل: فعالیت آنزیم‌های اکسیدانی کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، پلی‌فنل اکسیداز و گایاکول پراکسیداز و فعالیت آنتی‌اکسیدانی (روش DPPH) بودند. برای تعیین روابط بین فعالیت آنتی‌اکسیدانی و فعالیت آنزیم‌ها از تجزیه همبستگی استفاده شد و برای تعیین روابط بین فواصل زمانی صفر، 24، 48 و 72 ساعت افزودن الیسیتور بر فعالیت‌های آنزیمی، از تجزیه رگرسیون استفاده گردید.
نتایج
اثر آنزیم سلولاز بر تمامی صفات به‌جز سوپراکسید دیسموتاز در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود. فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی و فعالیت آنتی‌اکسیدانی (روش DPPH) در 72 ساعت پس از تیمار، بیشترین افزایش را نسبت به شاهد داشت. تجزیه همبستگی بین صفات نشان داد که همبستگی بین آنزیم کاتالاز با آنزیم‌های پلی‌فنل اکسیداز و گایاکول پراکسیداز و همبستگی بین آنزیم گایاکول پراکسیداز با آنزیم پلی‌فنل اکسیداز مثبت و معنی‌دار بود. فعالیت آنتی‌اکسیدانی نیز همبستگی مثبت و معنی‌داری با فعالیت آنزیم‌های کاتالاز و پلی‌فنل اکسیداز نشان داد. نتایج تجزیه رگرسیون رابطه مثبت و معنی‌داری بین فواصل زمانی افزودن الیسیتور بر فعالیت‌های آنزیمی (بجز سوپراکسید دیسموتاز و اسکوربات پراکسیداز) و فعالیت آنتی‌اکسیدانی نشان داد.
نتیجه‌گیری
استفاده از آنزیم سلولاز مشتق از قارچ Aspergilus niger در شرایط کشت سوسپانسیون سلولی باعث افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدانی و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌‌اکسیدانی در شیرین‌بیان شده است. آنزیم سلولاز در شرایط کشت سوسپانسیون سلولی باعث ایجاد تنش سلولی می‌شود و این تنش باعث تحریک سازوکار‌های دفاعی گیاه مانند آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی می‌گردد. همبستگی مثبت و معنی‎داری بین فعالیت آنتی‌اکسیدانی (روش DPPH) و فعالیت برخی آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی مانند پلی‌فنل‌اکسیداز و کاتالاز مشاهده شد که نشان‌دهنده تأثیر مثبت عامل قارچی در تحریک تولید متابولیت‌های ثانویه و افزایش ظرفیت مهار رادیکال‌های آزاد در شرایط کشت سوسپانسیون سلولی شیرین‌بیان است. با توجه به رابطه خطی معنی‌دار بین فواصل زمانی افزودن الیسیتور بر فعالیت‌های آنزیمی (بجز سوپراکسید دیسموتاز و اسکوربات پراکسیداز) و فعالیت آنتی‌اکسیدانی، مدت زمان 72 ساعت به‌عنوان بهترین فاصله زمانی اعمال الیستور قارچی تعیین شد.
کلیدواژه‌ها
پاسخ سلولی؛ سلولاز؛ گونه‌های اکسیژن فعال؛ سازوکارهای دفاعی؛ محرک
عنوان مقاله [English]
The effect of fungal cellulase elicitor on antioxidant activity and enzymes in licorice cell suspension culture (Glycyrrhiza glabra L.)
نویسندگان [English]
Maryam Allahdou1؛ Sajedeh Saber2
1Department of Plant Breeding and Biotechnology. Agriculture Faculty. University of Zabol. Zabol. Iran
2Department of Agronomy. Faculty of Agriculture. University of Zabol. Zabol. Iran
چکیده [English]
Background and objectives: 
Licorice (Glycyrrhiza glabra) is a perennial plant from the Fabaceae family rich in bioactive secondary metabolites used to treat many human diseases. Recent advances in plant tissue culture techniques have shown promising results in improving productivity and allowing the gradual replacement of whole plant culture as a source of valuable secondary metabolites. Today, various tissue culture methods are used to increase the performance of secondary metabolites by strengthening plant defense and stimulating stress response in plant cells with the help of elicitors. Plant pathogenic fungi produce cellulase, which is used as an elicitor to stimulate the production of secondary metabolites in plant cell suspension culture conditions. This research aimed to study the effect of cellulase enzyme obtained from Aspergillus nigar fungus on the amount of antioxidant activity (DPPH method) and antioxidant enzyme activity in licorice cell suspension culture conditions. 
Methodology: 
Licorice seeds were collected from the Semirom region, Isfahan province, Iran. Seeds were cultured in the ½ MS medium after disinfection. In order to induce callus, the hypocotyl and cotyledon were cultured in MMS medium containing growth regulators (2 mg/L BA and 0.5 mg/L NAA) with 3% sucrose and 0.7% agar. Then 0.5 g of fibrous callus produced under a sterile hood was transferred to Erlenmeyer flasks containing 50 cc of MMS liquid culture medium containing 2 mg/liter of BA hormone and 0.5 mg/liter of NAA hormone and was placed in a shaker incubator with a speed of 150 rpm, a temperature of 25oC and darkness. On the 19th day after cultivation, cellulase enzyme with a 200 μg/ml concentration was added to each Erlens under a sterile hood.
 Then, harvesting was done at zero-time intervals (control) 24, 48 and 72 hours after adding the elicitor. Late cultured calli were also considered as a treatment. Statistical analysis was carried out using a completely randomized design with three replications. Data were collected for DPPH and all antioxidant enzyme activities such as catalase, superoxide dismutase, polyphenol oxidase, ascorbate peroxidase and guaiacol peroxidase. A regression analysis was used to determine the relationship between DPPH and antioxidant enzyme activities at the time interval after adding the elicitor. 
Results: 
The effect of cellulase enzyme on all traits except superoxide dismutase was significant (P<0.01). The activity of antioxidant enzymes and antioxidant activity (DPPH method) within 72 hours of applying treatment showed the most significant increase compared to the control. Correlation between traits showed that catalase enzyme had a positive and significant correlation with polyphenol oxidase and guaiacol peroxidase enzymes. Similarly, the guaiacol peroxidase enzyme positively correlated with the polyphenol oxidase enzyme (P<0.01). Antioxidant activity (DPPH method) also showed a positive and significant correlation with catalase, polyphenol oxidase and catalase enzymes. The result of simple regression analysis using DPPH and all antioxidant enzyme activities as dependent variables and the time interval after adding the elicitor as independent variables showed that all DPPH and all enzyme activities (except superoxide dismutase and ascorbate peroxidase) had increased by 72 hours after adding the elicitor.
Conclusion:
 The use of cellulase enzyme derived from Aspergillus nigar fungus in the conditions of cell suspension culture increases the antioxidant activity (DPPH method) and the activity of oxidant enzymes. Therefore, it was concluded that the cellulase enzyme caused cell stress in the conditions of cell suspension, and this stress caused the stimulation of the plant's defense mechanisms, such as antioxidant enzymes. A positive and significant correlation was observed between the antioxidant activity and some antioxidant enzymes, such as polyphenol oxidase and catalase, which indicates the positive effect of the fungal elicitor in stimulating the production of secondary metabolites and increasing the potential of inhibiting free radicals in licorice plant cell suspension culture conditions. The DPPH and all enzyme activities (except superoxide dismutase and Ascorbate Peroxidase) were increased 72 hours after adding the elicitor.
کلیدواژه‌ها [English]
cell response, cellulase, defense mechanisms, reactive oxygen species, stimulus
مراجع
  1. Abbaszadeh, F., Daneshvar, M.H., Salehi Salimi, M., & Lotfi Jalal Abadi, A. 2023. Determining the best combination of explant and plant growth regulators on callogenesis, indirect organogenesis, proliferation, and rooting of Lavandula officinalis Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research. 30(2): 306-323. (in Persian).
  2. Abdel-Azeem, A.M., Abdel-Azeem, M.A., & Khalil, W.F. 2019. Endophytic fungi as a new source of antirheumatoid metabolites. In Bioactive Food as Dietary Interventions for Arthritis and Related Diseases, 2nd;Watson, R.R., Preedy, V.R., Eds.; Academic Press: Cambridge, MA, USA, 355-384.
  3. Adil, M., Ren, X., & Ryong Jeong, B. 2019. Light elicited growth, antioxidant enzymes activities and production of medicinal compounds in callus culture of Cnidium officinale Journal of Photochemistry & Photobiology, B: Biology. 196: 1-7. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.05.006.
  4. Adil, M., Ren, X., Kang, D.I., & Jeong, B.R. 2018. Effect of explant type and plant growth regulators on callus induction, growth and secondary metabolites production in Cnidium officinale Molecular Biology Reports. 45 (3): 1919-1927. https://doi.org/10.1007/s11033-018-4340-3.
  5. Ahmad, Z., Shahzad, A., & Sharma, S. 2018. Enhanced multiplication and improved ex vitro acclimatization of Decalepis arayalpathra. Biologia Plantarum. 1: 1-10. https://doi.org/10.1007/s10535-017-0746-3.
  6. Ali, M.B., Yu, K.W., Hahn, E.J., & Paek, K.Y. 2006. Methyl jasmonate and salicylic acid elicitation induces ginsenosides accumulation, enzymatic and non-enzymatic antioxidant in suspension culture Panax ginseng roots in bioreactors. Plant Cell Reports. 25 (6): 613-620. https://doi.org/10.1007/s00299-005-0065-6.
  7. Ali, MB., Yu, KW., Hahn, EJ., & Paek, KY. 2006. Methyl jasmonate and salicylic acid induces ginsenosides accumulation, enzymatic and non-enzymatic antioxidant in suspension culture Panax ginseng roots in bioreactors. Plant Cell Report. 25 (6): 613-620. https://doi.org/10.1007/s00299-005-0065-6.
  8. Allahdou, M., Omidi, M., Bihamta, M.R., Abbasi, A.R., & Fakheri, B.A. 2019. Study of the effect of different antioxidants in reducing the browning of callus and its biomass production in two species of licorice. Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research. 27(1): 120-131. (in persian).
  9. Asthir, B., Koundal, A., & Bains, N.S. 2012. Putrescine modulates antioxidant defense response in wheat under high temperature stress. Biologia Plantarum. 56: 757-761. https://doi.org/10.1007/s10535-012-0209-1.
  10. Baba, M. and Shigeta, S. 1993. Antiviral activity glycyrrhizin against varicella zoster virus in vitro. Mund Kiefer Gesichtchir,3 (1), 3‌‌-30.
  11. Beers, G. R. & sizer, I.W. 1952. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. Biological Chemistry. 195(1): 133-140.
  12. Boller, T. 1995. Chemoperception of microbial signals in plant cells. Annual Review Plant Biology. 46 (1):189-214. https://doi.org/ 1146/annurev.pp.46.060195.001201.
  13. Carpita, N.C., Gibeaut, D.M. 1993. Structural models of primary cell walls in flowering plants, consistency of molecular structure with the physical properties of the walls during growth. Plant Journal, 3: 1-30. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.1993.tb00007.x.
  14. Chattopadhyay, S., Farkya, S., Srivastava, A.K. & Bisaria, V.S. 2002. Bioprocess considerations for production of secondary metabolites by plant cell suspension cultures. Biotechnology Bioprocess Engineering, 7(3): 138-149. https://doi.org/1007/BF02932911.
  15. Colalto, C. 2010. Herbal in traction on absorbtion of drugs: Mechanisms of action and clinical risk assessment. Pharmacology Research, 62,207‌-‌227.
  16. Chen, S., Vaghchhipawala, Z., Li, W., Asard, H., & Dickman, M.B. 2004. Tomato phospholipid Hydroperoxide glutathione peroxidase inhibits cell death induced by Bax and oxidative stresses in yeast and plants. Plant Physiology. 135 (3): 1630–1641. https://doi.org/10.1104/pp.103.038091.
  17. Christen, A., Gibson, D., & Bland, T. 1991. Production of Taxol or Taxol-Like Compounds in cell Culture. US Patent 5019504A,
  18. Elkahoui, S., Hernandez, J.A., Abdelly, C., Ghrir, R., & Limam, F. 2005. Effects of salt on lipid peroxidation and antioxidant enzyme activities of Catharanthus roseus suspension cells. Plant Science. 168 (3): 607-613. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2004.09.006.
  19. Fielding, J. L. & Hall. J., 1978. A biochemical and cytochemical Study of peroxidase a activity in root pea. Journal of Experimental Botany, 29: 98-989.
  20. Fu, TJ., Singh, G., & Curtis, WR. 1999. Plant cell culture for the production of food ingredients. Plenum Publisher, New York.
  21. Giannopolities, C. N. & Ries, S.K. 1977. Superoxide dismutase. I. Occurrence in higher plants. Plant Physiology. 59: 309-314. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309
  22. Ghahraman, A. (1999). Basic Botany: Anatomy and Morphology, University of Tehran Press. 1, 539-542.
  23. Haji Mehdipor, H., Amanzade, Y., Hasanlu, T., Shekarchi, M., Abedi, Z. and Pirali Hamedani, M. 2009. Quality survey of collected Licorice root from different sites of Iran. Med Plant. J. 7: 3. 106-114. (In Persian).
  24. Jaiswal, N., Verma, Y. & Misra, P. 2017. Micropropagation and in vitro elicitation of licorice (Glycyrrhiza spp.). In vitro Cellular and Developmental Biology- Plant, 53(36): 145-166. https://doi.org/ 1007/s11627-017-9832-7.
  25. Janovitz-Klapp, A. H., Richard, F. C., Goupy, P. M., & Nicolas, J. J. 1990. Inhibition studies on apple polyphenol oxidase. Journal of Agricultural Food Chemistry, 38, 926-931. https://doi.org/10.1021/jf00094a002
  26. Kaul, S., Ahmed, M., Sharma, T., & Dhar, M.K. 2014. Unlocking the myriad benefits of endophytes: An overview. In Microbial Diversity and Biotechnology in Food Security; Kharwar, R.N., Upadhyay, R., Dubey, N., Raghuwanshi, R., Eds.; Springer: Berlin/Heidelberg, Germany. 41-57.
  27. Lentihet, M.& Nygren, A. (1997). Licorice an old drug and currently a candy with metabolic effects. Journal oral Pathology Medicine, 26 (1), 9-36.
  28. Li, Y.J., Chen, J., Li, Y., Li, Q., Zheng, Y.F., Fu, Y.& Li, P. 2011. Screening and characterization of natural antioxidants in four Glycyrrhiza species by liquid chromatography coupled with electrospray ionization quadrupole time of flight tanden mass spectrometry. Journal of Chromatography, 1218 (45),8181- 8191.
  29. Manivannan, A., Jana, S., Soundararajan, P., Ko, C.H., & Jeong, B.R. 2015. Antioxidant enzymes metabolism and cellular differentiation during the developmental stages of somatic embryogenesis in 'Torilis japonica'(Houtt.) DC. Plant Omics Journal .8 (5): 461-471.
  30. Martinez, F.Z., Constantino, G.G.L., Noyola, T.P., Garcia, F.E., Varaldo, H.P., Rojas, C.M.C., Tapia, G.T. & Valdivia, A.C.R. 2016. Jasmonic acid stimulates the oxidative responses and triterpene production in Jatropha curcas cell suspension cultures through mevalonate as biosynthetic precursor. Plant Cell Tissue and Organ Culture. 127 (1): 47-56. https://doi.org/10.1007/s11240-016-1028-z.
  31. Mittler, R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends plant Science, 7: 405-410.
  32. Mirhaidar, H. 1993. Licorice, Herbal plants used in the treatment of diseases and education. Office of Islamic culture publication, 3: 6-12.
  33. Ramos-Valdivia, A.C., Huerta-Heredia, A.A., Trejo-Tapia, G., & Cerda-Garcı´a-Rojas, C.M. 2012. Secondary metabolites as nonenzymatic plant protectors from oxidative stress. In: Oxidative stress in plants: causes, consequences and tolerance. (Anjum, N.A., Umar, S. and Ahmad, A. eds.). International Publishing House, New Delhi. 413-441.
  34. Rehman, R.U., Zia, M., & Chaudhary, M.F. 2017. Salicylic acid and ascorbic acid retrieve activity of antioxidative enzymes and structure of Caralluma tuberculata Calli on PEG stress. General Physiology and Biophysics. 36 (2):167-174. https://doi.org/10.4149/gpb_2016027.
  35. Samar, F., Mujib, A., & Samaj, J. 2011. Anti-oxidant enzyme responses during in vitro embryogenesis in Catharanthus roseus. Journal of Horticulture Science Biotechnology. 86 (6): 569-574. https://doi.org/10.1080/14620316.2011.11512805.
  36. Scandalios, J.G. 2005. Oxidative stress: Molecular perception and transduction of signals triggering antioxidant gene defenses. Brazil Journal of Medicinal Biology Research. 38(7): 995-1014. https://doi.org/10.1590/s0100-879x2005000700003.
  37. Shetty, T. K., Satav, J. G, & Nair C. K. K. 2002. Protection of DNA and microsomal membranes in vitro by Glycyrrhiza glabra against gamma irradiation. Phytotherapy Research. 16: 576-578. https://doi.org/10.1002/ptr.927.
  38. Soundararajan, P., Manivannan, A., Cho, Y.S., & Jeong, B.R. 2017. Exogenous supplementation of silicon improved the recovery of hyperhydric shoots in Dianthus caryophyllus by stabilizing the physiology and protein expression. Frontiers in Plant Science. 8:1-17. https://doi.org/ 10.3389/fpls.2017.00738.
  39. Strobel, G.A., Stierle, A., & van Kuijk, F.J. 1992. Factors influencing the in vitro production of radiolabeled taxol by Pacific yew, Taxus brevifolia. Plant Science. 84: 65-74.
  40. Sivannandhan, G., Arun, M., Mayavan, S., Rajesh, M., Mariashibu, T. S., Manickavasagam, M., Selvaraj, N., & Ganapathi. 2012. Chitosan enhances withanolides production in adventitious root cultures of Withnia somnifera (L.) Dunal. Industrial Crops and Products, 37: 124-129.
  41. Sivanandhan, G., Dev, G. K., Jeyaraj, M., Rajesh, M., Arjunan, A., Muthuselvam, M. Manickavasagam, M. Selvaraj, N., & Canapathi, A. 2013. Increased production of withanolide A, withanone, and withaferin A in hairy root cultures of Withnia somnifera (L.) Dunal elicited with methyl jasmonate and salicylic acid. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 114: 121-129.
  42. Threlfall D.R, & Whitehead I.M. 1988. Co-ordinated inhibition of squalene synthetase and induction of enzymes of sesquiterpenoid phytoalexin biosynthesis in cultures of Nicotiana tabacum. Phytochemistry. 27 (8): 2567-2580. https://doi.org/10.1016/0031-9422(88)87028-6.
  43. Wang, X., Zhang, H., Chen, L., Shan, L., Fan, G., & Gao, X. 2013. Liquorice, a unique “guide drug” of traditional Chinese medicine: A review of its role in drug interactions. Journal of Ethnopharmacol, 150 (3):781-790. https://doi.org/ 10.1016/j.jep.2013.09.055.
  44. Wang, Zh., Nishioka, M., Kurosaki, Y., Nakayama, T. & Kimura, T. 1995. Gastrointestinal absorption characteristics of glycyrrhizin from Glycyrrhiza extract. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 18: 9. 1238-41. https://doi.org/ 10.1248/bpb.18.1238.
  45. Whitehead, I.M., Ewing, D.F., & Threlfall, D.R. 1988. Sesquiterpenoids related to the phytoalexin debneyol from elicited cell suspension cultures of Nicotiana tabacum. Phytochemistry, 27 (5): 1365-1370. https://doi.org/10.1016/0031-9422(88)80195-X.
  46. Yana, MA., Chao, H., Jinyin, C., Haiyun, LI., Kun, HE., Aixin, L., & Duochuan, L. 2015. Fungal cellulase is an elicitor but its enzymatic activity is not required for its elicitor activity. Molecular Plant Pathology. 16(1): 14-26. https://doi.org/1111/mpp.12156.
  47. Yoshimura, K., Yabute, Y., Ishikawa, T., & Shigeoka, S. 2000. Expression of spinach ascorbate peroxidase isoenzymes in response to oxidative stresses. Plant Physiology. 123:223-233. https://doi.org/1104/pp.123.1.223
  48. Zhao, J., Davis, L.C & Verpoorte, R. 2005. Elicitor signal transduction leading to production of plant secondary metabolites. Biotechnology Advances, 23, 283-333.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 51
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 76


counter
سامانه مدیریت نشریات علمی. قدرت گرفته از سیناوب