| تعداد نشریات | 286 |
| تعداد نشریات سازمان | 84 |
| تعداد شماره‌ها | 3,028 |
| تعداد مقالات | 33,822 |
| تعداد مشاهده مقاله | 45,234,337 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 59,352,475 |
بررسی افزایش تولید مشتقات فنلی دارویی گیاه کلپوره (.Teucrium polium L) با استفاده از تازن کیتوسان در شرایط In vitro | ||
| تحقیقات گیاهان دارویی و معطر ایران | ||
| مقاله 3، دوره 40، شماره 1، فروردین 1403، صفحه 18-36 اصل مقاله (876.49 K) | ||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22092/ijmapr.2023.361795.3305 | ||
| نویسندگان | ||
| فهیمه قرایی1؛ منیره چنیانی* 2؛ علی گنجعلی1 | ||
| 1دانشگاه فردوسی مشهد | ||
| 2هیات علمی دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران | ||
| چکیده | ||
| سابقه و هدف: کلپوره (.Teucrium polium L)، گیاهی علفی از تیره نعناع است که مصارف دارویی فراوانی در طب سنتی دارد. در سال‌های اخیر اثرهای دارویی متعدد مانند ضددیابت، ضدسرطان، ضداسپاسم، کاهش‌دهنده چربی و فشار خون آن گزارش شده است. بنابراین کشت این گیاه در شرایط آزمایشگاهی برای حفظ بقاء، تکثیر و افزایش متابولیت‌های ثانویه این گونه ضروریست. از راهکارهای اساسی، استفاده از تازن‌ها در تکنیک کشت بافت گیاهی یکی از پرکاربردترین روش‌ها برای افزایش متابولیت‌های ثانوی-دارویی است. کیتوسان بیوپلیمری است که سبب القای پاسخ‌های دفاعی، افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و مسیر فنیل‌پروپانوئید و تجمع ترکیبات فنلی می‌شود. در این پژوهش با هدف بهینه‌سازی تولید متابولیت‌های ثانوی و افزایش ظرفیت آنتی‌اکسیدانی، اثر تازن زیستی کیتوسان بر برخی ترکیبات فنلی گیاه کلپوره در شرایط کشت درشیشه مطالعه شد. مواد و روش‌ها: به این منظور ریزنمونه برگ از گیاه کلپوره نگهداری شده در شرایط هیدروپونیک و تغذیه‌شده با محلول هوگلند، تهیه شد و بعد از سترون کردن با سدیم هیپوکلرید 5% (v/v) و اتانول 70% (v/v)، برش‌های میانی از ریزنمونه برگ تهیه گردید و در محیط کشت موراشیگ و اسکوگ (MS) حاوی غلظت‌های مجزا و تلفیقی هورمون‌های بنزیل آمینوپورین (BAP) (1 و 1.5 میلی‌گرم در لیتر) و نفتالن استیک اسید (NAA) (0.5 میلی‌گرم در لیتر) قرار داده شد. نمونه‌ها به مدت چهار هفته در شرایط تاریکی و دمای 25 درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند. با ظهور نشانه‌های کال‌زایی، نمونه ها به شرایط نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی منتقل شدند و در پایان هفته ششم، عملیات واکشت پینه‌های القاء شده انجام شد. پینه‌ها با غلظت‌های مختلف (صفر، 50، 100 و 150 میلی‌گرم در لیتر) تازن زیستی کیتوسان تیمار شدند. پس از گذشت 8 هفته از رشد پینه‌ها، پینه‌های سبز جمع‌آوری و در فریزر منفی 20 درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند. به‌منظور تهیه عصاره نهایی برای سنجش‌های بیوشیمیایی، عصاره گیری از پینه‌های سبز انجام شد و از این عصاره برای اندازه‌گیری مقادیر ترکیبات فنلی (فنل، فلاونوئید، فلاون و اسیدهای فنلی) و فعالیت آنتی‌اکسیدانی به‌روش فعالیت جاروب‌کنندگی رادیکال آزاد DPPH و سنجش قدرت کاهشی FRAP و سنجش میزان فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین آمونیالیاز (PAL) استفاده شد. نتایج: نتایج حاصل از تجزیه‌وتحلیل داده‌ها نشان داد که کاربرد کیتوسان در چهار غلظت (صفر، 50، 100 و 150 میلی‌گرم در لیتر) و تمامی تیمارهای هورمونی ( BAP1, BAP1.5, BAP1.5+NAA0.5میلی‌گرم در لیتر)، سبب تأثیر افزایشی معنی‌دار در محتوی ترکیبات فنلی و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی و فعالیت آنزیم PAL نسبت به نمونه شاهد در پینه‌های سبز القاء شده کلپوره شد. به‌طوری که تیمار همزمان و تلفیقی هورمون BAP در غلظت 1.5 میلی‌گرم در لیتر به‌همراه هورمون NAA در غلظت 0.5 میلی‌گرم در لیتر به‌همراه تیمار 100 میلی‌گرم در لیتر تازن زیستی کیتوسان در پینه‌های سبز القاء شده کلپوره در کشت درشیشه، موجب بیشینه محتوی مشتقات فنلی (1884.95 برای فنل، 936.65 برای o-دی‌فنل، 1462.28 برای فلاونوئید، 631.07 برای فلاون و 662.41 برای اسیدهای فنلی برحسب میلی‌گرم در 100 گرم وزن‌خشک) گردید. براساس تحلیل آماری داده‌ها و مقایسه میانگین داده‌ها مشخص شد که ظرفیت‌های آنتی‌اکسیدانی اندازه‌گیری شده برمبنای آزمون DPPH و FRAP، به‌ترتیب موجب افزایش 68.34 و 71.92 درصدی نسبت به نمونه شاهد شد. فعالیت آنزیم PAL نیز به‌طور قابل‌توجهی افزایش 65.81 درصدی را نسبت به نمونه شاهد در پینه‌های القاء شده کلپوره نشان داد. نتیجه‌گیری: با توجه به اهمیت گیاه دارویی کلپوره، بکارگیری کیتوسان در نقش یک تازن‌زیستی موفق میتواند باعث افزایش سنتز متابولیت‌های ثانوی-مشتقات فنلی و به‌دنبال آن افزایش توان آنتی‌اکسیدانی و افزایش فعالیت آنزیم PAL در پینه کلپوره در شرایط in vitro گردد. | ||
| کلیدواژه‌ها | ||
| آنتی‌اکسیدان؛ تازن؛ شرایط درون‌شیشه؛ پینه؛ مشتقات فنلی | ||
| عنوان مقاله [English] | ||
| Chitosan-elicitation of secondary pharmaceutical metabolites production of Teucrium polium L. in in vitro condition | ||
| نویسندگان [English] | ||
| Fahimeh Gharaie1؛ Monireh Cheniany2؛ Ali Ganjeali1 | ||
| 1Ferdowsi University of Mashhad | ||
| 2Assistant Professor of Plant Physiology Department of Biology Faculty of Science Ferdowsi University of Mashhad-Iran | ||
| چکیده [English] | ||
| Background and Objectives: Teucrium polium L. is a herbaceous plant from the mint family that has many uses in traditional medicine. In recent years, numerous medicinal effects such as anti-diabetes, anti-cancer, anti-spasm, and reducing fat and blood pressure have been reported. Therefore, cultivation of this plant under laboratory conditions is necessary to preserve its survival, reproduction, and increased secondary metabolites. Among the solutions, elicitors in the plant tissue culture technique are one of the most widely used methods to increase secondary-medicinal metabolites. Chitosan, as a biopolymer, induces defense responses, increases antioxidant enzyme activity, and accumulates phenolic compounds. In the present study, the effect of chitosan bio-elicitor was studied on some phenolic compounds of T. polium under in vitro culture to optimize secondary metabolites and increase antioxidant capacity. Methodology: Leaf explants were prepared from preserved T. polium in hydroponic conditions and fed with Hoagland's solution. After sterilization with sodium hypochlorite 5% (v/v) and ethanol 70% (v/v), middle slices were prepared from the leaf explant and cultured on Murashige and Skoog (MS) culture medium containing separate and combined concentrations of benzyl amino purine (BAP)(1 and 1.5 mg.L-1) and naphthalene acetic acid (NAA)(0.5 mg.L-1). The samples were kept for four weeks in the dark at 25 degrees Celsius. With callogenesis, the samples were transferred to light conditions of 16 hours of light and 8 hours of darkness. At the end of the sixth week, the induced calli were subcultured. The calli were treated with chitosan at different concentrations (0, 50, 100, and 150 mg.L-1). After eight weeks, green calli were collected. Finally, to prepare the final extract for biochemical assays, extraction was done from green calli. The content of phenolic compounds (phenol, flavonoid, flavone, and phenolic acids), antioxidant activity, and phenylalanine ammonialyase (PAL) activity was measured. Results: According to the results, the application of different concentrations of chitosan (0, 50, 100, and 150 mg.L-1) and all hormonal treatments (BAP1, BAP1.5, and BAP1.5+NAA 0.5 mg.L-1) caused a significant increase in the content of phenolic compounds, antioxidant capacity, and PAL activity compared to the control samples. So the application of the simultaneous and combined treatment of BAP at a concentration of 1.5 mg.L-1 with NAA at a concentration of 0.5 mg.L-1, along with the treatment of 100 mg.L-1 of chitosan induced green calli of T. polium in in vitro culture, results in the maximum content of phenolic derivatives (1884.95 for phenol, 936.65 for o-diphenol, 1462.28 for flavonoid, 631.07 for flavone, and 662.41 for phenolic acids). As compared to the control, the antioxidant capacities (measured by DPPH and FRAP assays) increased by 68.34 percent and 71.92 percent, respectively. A significant increase in PAL activity (65.81%) was observed in induced calli. Conclusion: Considering the importance of T. polium as a medicinal plant, chitosan, a successful elicitor, promotes the synthesis of phenolic secondary metabolites. As a result, the increase of antioxidant power and PAL activity in the callus of T. polium. | ||
| کلیدواژه‌ها [English] | ||
| Antioxidant, Elicitor, in vitro condition, Callus, Phenolic derivatives | ||
| مراجع | ||
|
- Annegowda, H.V., Bhat, R., Min-Tze, L., Karim, A.A. and Mansor, S.M., 2012. Influence of sonication treatments and extraction solvents on the phenolics and antioxidants in star fruits. Journal of Food Science and Technology, 49(4): 510-514. - Anterola, A.M., Jeon, J.H. and Davin, L.B., 2002. Transcriptional control of monolignol biosynthesis in Pinus taeda. Journal of Biological Chemistry, 277(21): 18272-18280. - Aslani, Z., Hedayati, A. and Esmaielpour, B., 2023. The most important bioactive compounds, nutritional and ecological characteristics of Hippophae rhamnoides L., Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 39(4): 691-710. - Ayyobi, N. and Fattahi, M., 2017. Induction Effects of Colchicine and Chitosan on Rosmarinic Acid Production in Hairy Root Cultures of Zarrin-Giah (Dracocephalum kotschyi Boiss.). Journal of Cellular and Molecular Research (Iranian Journal of Biology), 30(1): 1-13. - Bahramikia, S. and Yazdanparast, R., 2012. Photochemistry and medicinal properties of Teucrium polium L. (Lamiaceae). Phytotherapy Research, 26: 1581-1593. - Carrasco-Pancorbo, A., Cerretani, L., Bendini, A., Segura-Carretero, A., Del Carlo, M., Gallina-Toschi, T. and Fernandez-Gutierrez, A., 2005. Evaluation of the antioxidant capacity of individual phenolic compounds in virgin olive oil. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53(23): 8918-8925. - Chandra, K., Nautiyal, B.P. and Nautiyal, M.C., 2013. Herbal-based traditional medicinal knowledge of local inhabitants in Rudraprayag district of Uttarakhand. Ethnobotany Research and Applications, 11: 299-313. - Chu, Y.H., Chang, C.L. and Hsu, H.F., 2000. Flavonoid content of several vegetable and their antioxidant activity. Journal of the Science of Food and Agriculture, 80: 561-566. - Chung, Y., Chien, C., Teng, K. and Chou, S., 2006. Antioxidative and mutagenic properties of Zanthoxylum ailanthoides Sieb and Zucc. Journal of Food Chemistry, 97: 418-425. - De Torre, M.P., Cavero, R.Y., Calvo, M.I. and Vizmanos, J.L., 2019. A simple and a reliable method to quantify antioxidant activity in vivo. Antioxidants, 8(5): 142. - Gaspar, T., Franck, T., Bisbis, B., Kevers, C., Jouve, L., Hausman, J.F. and Dommes, J., 2002. Concepts in plant stress physiology. Application to plant tissue cultures. Plant Growth Regulation, 37(3): 263-285. - Govindaraju, S. and Arulselvi, P.I., 2018. Effect of cytokinin combined elicitors (l-phenylalanine, salicylic acid and chitosan) on in vitro propagation, secondary metabolites and molecular characterization of medicinal herb–Coleus aromaticus Benth. (L.). Journal of the Saudi Society of Agricultural Sciences, 17(4): 435-444. - Guru, A., Dwivedi, P., Kaur, P. and Pandey, D.K., 2022. Exploring the role of elicitors in enhancing medicinal values of plants under in vitro condition. South African Journal of Botany, 149(7): 1029-1043. - Harish Prashanth, K.V., Dharmesh, K.S., Jagannatha, R. and Tharanathan, R.N., 2007. Free radical -induced chitosan depolymerized products protect calf thymus DNA from oxidative damage. Carbohydrat, 342: 190-195. - Hatami, M., Naghdi Badi, H. and Ghorbanpour, M., 2019. Nano-elicitation of secondary pharmaceutical metabolites in plant cells: A review. Journal of Medicinal Plants, 18(71): 6-36 (In Persian). - Iriti, M., Giulia, C. and Sara, V., 2010. Chitosan-induced ethylene-independent resistance does not reduce crop yield in bean. Biological Control, 54: 241-247. - Jami, S., Esmaeilzadeh Bahabadi, S. and Modarres, M., 2018. Effect of chitosan on micropropagation, secondary metabolites content and antioxidant activity of Salvia leriifolia Benth. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 31(3): 710-725. - Jiao, J., Gai, Q.Y., Wang, X., Qin, Q.P., Wang, Z.Y., Liu, J. and Fu, Y.J., 2018. Chitosan elicitation of Isatis tinctoria L. hairy root cultures for enhancing flavonoid productivity and gene expression and related antioxidant activity. Industrial Crops and Products, 124: 28-35. - Kamalipourazad, M., Sharifi, M., Maivan, H.Z., Behmanesh, M. and Chashmi, N.A., 2016. Induction of aromatic amino acids and phenylpropanoid compounds in Scrophularia striata Boiss. cell culture in response to chitosan-induced oxidative stress. Plant Physiology and Biochemistry, 107: 374-384. - Kazi, G.A.S., Yamanaka, T. and Osamu, Y., 2019 Chitosan coating an Efficient Approach to Improve the Substrate Surface for In Vitro Culture System. Journal of The Electrochemical Society, 166(9): 3025-3030. - Khezri, M., Jafari, M. and Darvishzadeh, R., 2015. Production of flavonoids in hairy root cultures of Teucrium polium using Fusarium graminearum extract as elicitor. Sixth International Scientific Agricultural Symposium "Agrosym 2015″, Jahorina, Bosnia and Herzegovina, University of East Sarajevo, October 15-18: 226-232. - Kosalec, I., Bakmaz, M., Pepeljnjak, S. and Vladimir-Knezevic, S.A.N.D.A., 2004. Quantitative analysis of the flavonoids in raw propolis from northern Croatia. Acta Pharmaceutica-Zagreb, 54(1): 65-72. - Li, M.H., Li, Q.Q., Liu, Y.Z., Cui, Z.H., Zhang, N., Huang, L.Q. and Xiao, P.G., 2013. Pharmacophylogenetic study on plants of genus Salvia L. from China. Chinese Herbal Medicines, 5(3): 164-181. - Li, T., Elhadi, D. and Chen, G.Q., 2017. Co-production of microbial polyhydroxyalkanoates with other chemicals. Metabolic Engineering, 43: 29-36. - Mahdavian fard, A., Dahajipour, M., Heidarabadi, K. and Malekzadeh, S., 2021. The effect of chitosan on phenolic compounds, rosmarinic acid and expression of key genes involved in rosmarinic acid biosynthesis in cell suspension culture of Melissa officinalis L. Journal of Cell and Tissue, 11(4): 243-261. - Marinova, D., Ribarova, F. and Atanassova, M., 2005. Total phenolics and total flavonoids in Bulgarian fruits and vegetables. Journal of the University of Chemical Technology and Metallurgy, 40(3): 255-26. - Matkowski, A., 2008. Plant in vitro culture for the production of antioxidants- a review. Biotechnology advances, 26(6): 548-560. - Mofid Bojnoordi, M., Aghdasi, M. and Fatemi, M., 2022. The effect of different concentrations of chitosan on the production of phenolic acids in cell culture of lactuca undulate ledeb. Agricultural Biotechnology Journal, 14(3): 1-20. - Naderi, S., Esmaeilzadeh Bahabadi, S. and Fakheri, B., 2015. The effect of chitosan on some physiological and biochemictry characterization in Basil (Ocimum basilicum). Journal of Plant Process and Function, 4(12): 29-41. - Nastić, N., Švarc-Gajić, J., Delerue Matos, C., Morais, S., Barroso, M.F. and Moreira, M.M., 2018. Subcritical water extraction of antioxidants from mountain germander (Teucrium montanum L.). The Journal of Supercritical Fluids, 138: 200-206. - Sabarre, D.C. and Yagonia-Lobarbio, C.F., 2021. Extraction and Characterization of Polyphenol Oxidase from Plant Materials: A Review. Journal of Applied Biotechnology Reports, 8(2): 83-95. - Scarpati, M.L. and Oriente, G., 1958. Isolation and constitution of rosmarinic acid from Rosmarinus officinalis. La Ricerca Scientifica, 28(11): 2329-2333. - Singh, S., 2016. Enhancing phytochemical levels, enzymatic and antioxidant activity of spinach leaves by chitosan treatment and an insight into the metabolic pathway using DART-MS technique. Food Chemistry, 199: 176-184. - Stanković, S.M., Vassilev, K., Stanković, N.M., Milošević, T., Topuzović, M., Marković, A. and Solujić, S., 2011. Inter-population variation in phenolic content of Teucrium chamaedrys L. Journal of Medicinal Plants, 77(12): 1374-1375. - Tabarifard, M., 2020. Effect of Methyl jasmonate on the production of phenolic compounds in Teucium polium L. in tissue culture. Master's Thesis, Department of Biology, Faculty Sciences, Ferdowsi University, Mashhad, 144. (In Persian) - Vakil, M.M.A. and Mendhulkar, V.D., 2013. Enhanced synthesis of andrographolide by Aspergillus niger and Penicillium expansum elicitors in cell suspension culture of Andrographis paniculata (Burm. f.) Nees. Botanical Studies, 54: 1-8. - Wink, M., 2010. Functions and Biotechnology of Plant Secondary Metabolites. Second edition, International Nut and Dried Fruit, 39: 20-30. - Zhao, J.L., Zhou, L.G. and Wu, J.Y., 2010. Effects of biotic and abiotic elicitors on cell growth and tanshinone accumulation in Salvia miltiorrhiza cell cultures. Applied Microbiology and Biotechnology, 87: 137-144. - Zhishen, J., Mengcheng, T. and Jianming, W., 1999. The determination of flavonoid contents in mulberry and their scavenging effects on superoxide radicals. Food Chemistry, 64: 555-559. - Zucker, M., 1965. Induction of phenylalanine deaminase by light and its relation to chlorogenic acid synthesis in potato tuber tissue. Plant Physiology, 40(5): 779-784. | ||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 520 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 383 |
||