اخبار و اعلانات

 آمار

تعداد نشریات286
تعداد نشریات سازمان84
تعداد شماره‌ها2,845
تعداد مقالات32,300
تعداد مشاهده مقاله41,383,366
تعداد دریافت فایل اصل مقاله18,557,969
Kachabi, K, Pourbakhsh, S. A, Zahraei Salehi, T. (1402). Detection of Mycoplasma gallisepticum, Isolation, and Determination of Tylosin Susceptibility of Isolates from Commercial Chickens. سامانه مدیریت نشریات علمی, 78(4), 1247-1257. doi: 10.32592/ARI.2023.78.4.1247
K Kachabi; S. A Pourbakhsh; T Zahraei Salehi. "Detection of Mycoplasma gallisepticum, Isolation, and Determination of Tylosin Susceptibility of Isolates from Commercial Chickens". سامانه مدیریت نشریات علمی, 78, 4, 1402, 1247-1257. doi: 10.32592/ARI.2023.78.4.1247
Kachabi, K, Pourbakhsh, S. A, Zahraei Salehi, T. (1402). 'Detection of Mycoplasma gallisepticum, Isolation, and Determination of Tylosin Susceptibility of Isolates from Commercial Chickens', سامانه مدیریت نشریات علمی, 78(4), pp. 1247-1257. doi: 10.32592/ARI.2023.78.4.1247
Kachabi, K, Pourbakhsh, S. A, Zahraei Salehi, T. Detection of Mycoplasma gallisepticum, Isolation, and Determination of Tylosin Susceptibility of Isolates from Commercial Chickens. سامانه مدیریت نشریات علمی, 1402; 78(4): 1247-1257. doi: 10.32592/ARI.2023.78.4.1247

Detection of Mycoplasma gallisepticum, Isolation, and Determination of Tylosin Susceptibility of Isolates from Commercial Chickens

Archives of Razi Institute
مقاله 11، دوره 78، شماره 4، مهر و آبان 2023، صفحه 1247-1257    اصل مقاله (307.06 K)
نوع مقاله: Original Articles
شناسه دیجیتال (DOI): 10.32592/ARI.2023.78.4.1247
نویسندگان
K Kachabi؛ S. A Pourbakhsh* ؛ T Zahraei Salehi
Department of Pathobiology, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran
چکیده
Mycoplasma gallisepticum (MG) is a contagious avian pathogen that causes financial losses to the poultry industry. Isolation of the pathogen is difficult and time-consuming, and therefore, far from a routine method. Serological testing methods to detect antibodies resistant to MG are widely used in routine diagnosis. Tylosin is a class of macrolide antibiotics tremendously administered in veterinary medicine for the treatment of mycoplasmosis and prophylaxis. This study aimed to detect MG by immunoassay testing, culture, and polymerase chain reaction (PCR) in commercial poultry farms and to investigate the tylosin susceptibility of the isolates. To verify the presence of antibodies resistant to MG, 750 blood samples were randomly collected from 38 broiler farms from 2019 to 2022 in Mazandaran and Golestan provinces, Iran, and rapid slide agglutination (RSA) assay was performed. Positive results were analyzed by the enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for further investigation. Here, 920 swab samples were collected from 38 non-vaccinated commercial farms for culture, and PCR tests were performed for the isolated strains. The activities of tylosin were tested in vitro against these isolates using the broth microdilution method. The lowest antibiotic concentration that resulted in a color change was considered the minimum inhibitory concentration (MIC) value. Twenty-four (63.1%) farms were positive in the RSA test, and 21 (55.2%) farms were positive in the ELISA test. Nine (23.68%) of the farms grew on culture media, and 8 (21.05%) were detected as Gallisepticum species by PCR. The geometric mean of MIC for tylosin was 5.75 µg/ml, MIC50 was 4 µg/ml, and MIC90 was 8 µg/ml. The results indicated that commercial farms were infected with MG. Considering the ability of MG to spread and the probable use of the RSA test as a rapid and cheap method, it can be argued that ELISA and RSA serological tests can be used to find MG in poultry flocks, and the positive result should be confirmed by standard microbiological tests or PCR. It was also found that the isolated parts of MG changed their sensitivity to tylosin, indicating the need for routine testing to optimize treatment dose and efficiency.
کلیدواژه‌ها
Mycoplasma gallisepticum؛ MIC؛ Tylosin؛ ELISA
عنوان مقاله [English]
شناسایی و جداسازی مایکوپلاسما گالی سپتیکوم و بررسی میزان حساسیت به تایلوزین در جدایه هایه حاصل از مزارع صنعتی
چکیده [English]
مایکوپلاسما گالی سپتیکوم (MG) به عنوان یک پاتوژن مسری پرندگان، خسارات مالی به صنعت طیور وارد می کند. جداسازی ارگانیسم نسبت به رو ش های معمول دشوار و زمان بر است. بررسی سرولوژیکی برای تشخیص آنتی بادی علیه MG به طور گسترده در تشخیص مورد استفاده قرار میگیرد. تایلوزین از دسته آنتی بیوتیک های خانواده ماکرولید بوده که به طور گسترده در درمان مایکوپلاسموز و پیشگیری استفاده می شود. هدف از این مطالعه شناسایی MG با روش‌های ایمونولوژی، کشت و روش واکنش زنجیره‌ای پلیمراز (PCR) از مرغداری‌های تجاری ایران و بررسی حساسیت تایلوزین در جدایه‌ها می باشد. برای تشخیص وجود آنتی بادی علیه MG ، در مجموع 750 نمونه خون به طور تصادفی از 38 مزرعه مرغ مادر طی سال های 2019 تا 2022 از استان های مازندران و گلستان در ایران جمع آوری گردید و وجود آنتی بادی علیه MG توسط تست آگلوتیناسیون سریع (RSA) و آزمون الایزا مورد بررسی قرار گرفتند. 920 نمونه سواب از 38 مزرعه مرغ مادر غیر واکسینه برای کشت جمع‌آوری گردید و آزمایش PCR بر روی جدایه‌ها انجام شد. حساسیت تایلوزین در شرایط آزمایشگاهی به روش میکرودایلوشن آزمایش شده و کمترین غلظت آنتی‌بیوتیکی که منجر به تغییر رنگ گردید، به عنوان مقدار MIC در نظر گرفته شد. 24 مزرعه (1/63%) در تست RSA و21 مزرعه (2/55%) از نظر الایزا مثبت بودند. 9 مزرعه (68/23 درصد) در کشت و8 مزرعه (05/21 درصد) در PCR برای گونه MG مثبت شدند. میانگین MIC برای تایلوزین 5.75 میکروگرم بر میلی لیترو MIC50 و MIC90نیز 4 و 8 میکروگرم بر میلی لیتر بود. نتایج نشان داد که مزارع تجاری آلوده به MG می باشند. با توجه به قابلیت انتشار MG ، سریع و ارزان بودن تست RSA می توان نتیجه گرفت که تست های سرولوژیکی RSA و ELISA می توانند به عنوان برنامه های نظارتی برای تشخیص MG در گله های طیور مورد استفاده قرار گیرند والبته نتایج مثبت باید توسط تست های میکروبیولوژیکی یا PCR تایید گردد. همچنین این تحقیق نشان میدهد که جدایه‌های MG حساسیت خود را به تایلوزین تغییر داده و نیاز به کنترل روتین برای بهینه‌سازی دوزها درمانی و کارایی دارو می باشد.
کلیدواژه‌ها [English]
مایکوپلاسما گالی سپتیکوم, حداقل غلظت بازدارندگی, تایلوزین، الایزا
سایر فایل های مرتبط با مقاله
مراجع
  1. Yadav JP, Singh Y, Jindal N, Mahajan NK. Rapid and specific detection of Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae infection in poultry using single and duplex PCR assays. J Microbiol Methods. 2022;192:106365.
  2. Cavanagh D, Naqi S. Infectious bronchitis. Dis Poult. 2003;11:101-19.
  3. Ball C, Felice V, Ding Y, Forrester A, Catelli E, Ganapathy K. Influences of swab types and storage temperatures on isolation and molecular detection of Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae. Avian Pathol. 2020;49(1):106-10.
  4. Liu Y, Zhang Y, Wang M, Shi G, Dong Z, Ye L, et al. Modified loop-mediated isothermal amplification method combined with a TaqMan probe for the detection of Mycoplasma gallisepticum. Eur Food Res Technol. 2023:1-9.
  5. Kleven S, Yoder H. Mycoplasmosis: A Laboratory Manual for the Isolation and Identification of Avian Pathogens. American Association of Avian Pathologists 3rd ed HG Purchase, LH Arp, CH Domermuth, and JE Pearson, ed Kennett Square, PA, USA. 1989:57-62.
  6. Taiyari H, Faiz N, Abu J, Zakaria Z. Antimicrobial minimum inhibitory concentration of Mycoplasma gallisepticum: a systematic review. J Appl Poult Res. 2021;30(2):100160.
  7. Hannan P. Guidelines and recommendations for antimicrobial minimum inhibitory concentration (MIC) testing against veterinary mycoplasma species. Vet Res. 2000;31(4):373-95.
  8. Gautier-Bouchardon AV. Antimicrobial resistance in Mycoplasma spp. Microbiol Spectr. 2018;6(4):6.4. 07.
  9. Taiyari H, Faiz NM, Abu J, Zakaria Z. Antimicrobial minimum inhibitory concentration of Mycoplasma gallisepticum: a systematic review. J Appl Poult Res. 2021;30(2):100160.
  10. Ishfaq M, Hu W, Khan MZ, Ahmad I, Guo W, Li J. Current status of vaccine research, development, and challenges of vaccines for Mycoplasma gallisepticum. Poult Sci. 2020;99(9):4195-202.
  11. Shahriari AR, Afsharifar A, Pourbakhsh S. Isolation and detection of Mycoplasma gallisepticum by polymerase chain reaction and restriction fragment length polymorphism. 2005.
  12. Hosseini H, Bozorg MM, Peyghambari S, Pourbakhsh S, Razazian M. Random amplified polymorphic DNA (RAPD) fingerprinting of Mycoplasma gallisepticum isolates from chickens. 2006.
  13. Tekkalan MR. Kümes hayvanlarında mycoplasma gallisepticum'un tespiti için lam aglütinasyon, ELISA ve PCR testlerinin karşılaştırılması: Necmettin Erbakan University (Turkey); 2020.
  14. Behbahan NGG, Asasi K, Afsharifar A, Pourbakhsh S. Susceptibilities of Mycoplasma gallispeticum and Mycoplasma synoviae isolates to antimicrobial agents in vitro. Int J Poult Sci. 2008;7(11):1058-64.
  15. Kiss I, Matiz K, Kaszanyitzky É, Chávez Y, Johansson K-E. Detection and identification of avian mycoplasmas by polymerase chain reaction and restriction fragment length polymorphism assay. Vet Microbiol. 1997;58(1):23-30.
  16. Świtała M, Poźniak B, Pasławska U, Grabowski T, Motykiewicz‐Pers K, Bobrek K. Metronidazole pharmacokinetics during rapid growth in turkeys–relation to changes in haemodynamics and drug metabolism. J Vet Pharmacol Ther. 2016;39(4):373-80.
  17. Sarkar S, Rahman M, Rahman M, Amin K, Khan M, Rahman M. Sero-prevalence of Mycoplasma gallisepticum infection of chickens in model breeder poultry farms of Bangladesh. Int J Poult Sci. 2005;4(1):32-5.
  18. Kapetanov M, Orlic D, Potkonjak D, Velhner M, Stojanov I, Milanov D, et al. Mycoplasma in poultry flocks in the year 2009 compared to the year 2000 and significance of the control measures. Serbia Vet Med Timisoara. 2010;43(1):249-53.
  19. Ventura Politte CE. Diferenciación molecular de cepas de campo y vacúnales de Mycoplasma gallisepticum y Mycoplasma synoviae en ponedoras comerciales y reproductoras pesadas de la zona centro de Colombia. 2013.
  20. Yilmaz F, Timurkaan N, Kilic A, Kalender H, Kilinc U. Detection of Mycoplasma synoviae and Mycoplasma gallisepticum in chickens by immunohistochemical, PCR and culture methods. Revue Méd Vét. 2011;162(2):79-86.
  21. Jafar N, Noomi B. Detection of Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae by using of cultural and PCR technique. Iraqi Journal of Veterinary Sciences. 2019;33(2):469-73.
  22. Feberwee A, Mekkes D, De Wit J, Hartman E, Pijpers A. Comparison of culture, PCR, and different serologic tests for detection of Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae infections. Avian Dis. 2005;49(2):260-8.
  23. Tayebi DO, Pourbakhsh S, Banani M, Hojati P, Salahi Z, Erami M. Isolation and identification of Mycoplasma gallisepticum from commercial broiler Flocks in Ghaemshahr Town ship. 2011.
  24. Jalaladdini SM, Pourbakhsh SA, kheirkhah B. Isolation and identification of Mycoplasma gallisepticum in chickensbn from industrial farms in Kerman province. 2014.
  25. Bradbury JM, Yavari CA, Giles C. In vitro evaluation of various antimicrobials against Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae by the micro‐broth method, and comparison with a commercially‐prepared test system. Avian Pathol. 1994;23(1):105-15.
  26. Whithear K, Bowtell D, Ghiocas E, Hughes K. Evaluation and use of a micro-broth dilution procedure for testing sensitivity of fermentative avian mycoplasmas to antibiotics. Avian Dis. 1983:937-49.
  27. Gerchman I, Levisohn S, Mikula I, Manso-Silván L, Lysnyansky I. Characterization of in vivo-acquired resistance to macrolides of Mycoplasma gallisepticum strains isolated from poultry. Vet Res. 2011;42(1):1-9.
  28. Gharaibeh S, Al-Rashdan M. Change in antimicrobial susceptibility of Mycoplasma gallisepticum field isolates. Vet Microbiol. 2011;150(3-4):379-83.
  29. Elbehiry A, Al-Dubaib M, Marzouk E. Serological, Rapid Molecular Characterization and Antibiotic Resistance for Field Isolates of Mycoplasma Gallisepticum in Chicken in Saudi Arabia. Alexandria Journal for Vet Sci. 2016;49(2).
  30. Pakpinyo S, Sasipreeyajan J. Molecular characterization and determination of antimicrobial resistance of Mycoplasma gallisepticum isolated from chickens. Vet Microbiol. 2007;125(1-2):59-65.
  31. Khatoon H, Afzal F, Tahir M, Hussain M, Khan S. Prevalence of mycoplasmosis and antibiotic susceptibility of Mycoplasma gallisepticum in commercial chicken flocks of Rawalpindi division, Pakistan. Pak Vet J. 2018;38:446-8.
  32. Heidarieh P, Mirsaeidi M, Hashemzadeh M, Feizabadi MM, Bostanabad SZ, Nobar MG, et al. In vitro antimicrobial susceptibility of nontuberculous mycobacteria in Iran. Microbial Drug Resistance. 2016;22(2):172-8.
  1. Farshad S, Alborzi A, Japoni A, Ranjbar R, Asl KH, Badiee P, et al. Antimicrobial susceptibility of Helicobacter pylori strains isolated from patients in Shiraz, Southern Iran. World J Gastroenterol. 2010;16(45):5746.
  2. Vala MH, Eyvazi S, Goudarzi H, Sarie HR, Gholami M. Evaluation of clarithromycin resistance among Iranian Helicobacter pylori isolates by E-test and real-time polymerase chain reaction methods. Jundishapur J Microbiol. 2016;9(5).
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 3,168
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 506


counter
سامانه مدیریت نشریات علمی. قدرت گرفته از سیناوب