در این بررسی جوانه های انتهایی و جانبی (قطعات گره دارای دو جوانه) از پایه های برتر موجود در رویشگاه طبیعی زیتون از جمله طارم، منجیل، رودبار و گرگان و نیز پایه های موجود در موسسه محل تحقیق در فصول مختلف سال برداشت شد و پساز اعمال تیمارهای ضدعفونی کننده با دو عامل کلرور مرکوریک و هیپوکلریت سدیم و نیز تلفیقی از آنها، روی دو محیط کشت پایه MS و OM استقرار یافتند. نمونه های مستقر شده جهت تحریک شاخه زایی به همان دو محیط پیشین حاوی BAP (1-3 میلی گرم در لیتر) منتقل شدند. پس از تولید تعداد کافی شاخه، شاخساره ها به دنبال یک مرحله زیرکشت در محیط MS فاقد هورمون به محیط ریشه زا که همان محیط MS با کاهش غلظت نیترات و مقادیری از دو اکسین IBA و NAA (0.5-2 میلی گرم در لیتر) است به طور جداگانه منتقل شدند. همزمان با شروع مرحله ریشه زایی و نیز کاربرد اکسین از تیمار تاریکی نیز استفاده شد. نمونه های ریشه دار شده به گلدانهای حاوی پرلیت، ورمیکولیت، شلتوک و ماسه بادی (1:1:1:1 حجمی) منتقل شدند. نتایج بدست آمده نشان دادند که بهترین زمان برای نمونه برداری اواسط پاییز و مناسبترین تیمار ضدعفونی کننده استفاده از کلرور مرکوریک 0.1% به مدت 2 دقیقه پس از دیپ الکلی و مسواک کشی با مایع ظرفشویی و شستشو در جریان مداوم آب به شمار می روند. در بررسی حاضر کاربرد قارچکشها اثری در کاهش آلودگی قارچی نشان ندادند. مناسبترین محیط جهت استقرار نمونه ها OM کامل حاوی 0.5ppm از BAP و محیط مطلوب شاخه زایی MS کامل حاوی 1ppm از BAP بود. مطلوبترین شرایط جهت ریشه زایی شاخساره ها، استفاده از محیط MS N/2 حاوی 1ppm از هورمون IBA و نگهداری آنها به مدت یک هفته در تاریکی مطلق بود. اگرچه کاربرد آنتی بیوتیکها جهت حذف آلودگیهای باکتریایی به حذف موقت آنها منجر شد، ولی رشد نمونه ها تحت تاثیر قرار گرفت (تیمار مناسب کاربرد کربنیسیلی باغلظت 300ppm بود). روش مناسب حذف آلودگی باکتریایی این گیاه، استفاده از جوانه های انتهایی و زیر کشتهای سریع در مراحل نخستین کشت بود.
عنوان مقاله [English]
MICROPROPAGATION OF OLIVE (OLEA EUROPAEA)
نویسندگان [English]
M. Nasiri
Research Institute of Forests and Rangelands
چکیده [English]
Apical and lateral buds (bionodal microcuttings) were selected from some individuals among natural habitats of olive in Tarom, Mangil, Rudbar, Gorgan and also in Research Institute of Forests and Rangelands in different seasons. These explants were stabilished on OM and MS media after sterilization by sodium hypocloride or mercuric cloride lonely and in different combination rates. Stabilished explants were transfered on the same-media containing 1-3 mg/I BAP for proliferation. Obtaining desired number of shoots, they were subcultured on hormon free media (OM & MS) before transferring on rooting media with a reduction in nitrate concentration and in combination with NAA and IBA (0.5-2 mg/l) separately and also using darkness treatment. The plantlets were planted in pots containing perlit, vermiculit, sand and rice glume (1:1:1:1v/v). The results showed that mid autumn is the best time for taking explants. The most efficient sterilization procedure was: 1- Brushing by common detergent 2- Diping in ethyl alcohol (70%) 3- Washing by running water 4- Diping in 0.1% mercuric chloride for 2 minutes. The suitable medium for establishment was OM with 0.5 mg/l BAP, and for proliferation stage MS with 1 mg/l BAP. The highest percent of rooting was obtained on MS combination with 1 mg/l IBA and 1 week of darkness. Application of antibiotics caused transitory control of bacterial contamination but decreased the vigour of shoots. To overcome bacterial contaminations, fast subcultures of apical buds showed the best results.